РОЗДІЛ 2
МАТЕРІАЛИ І МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ
Дисертаційна робота виконана на кафедрі фармакології та токсикології Національного аграрного університету згідно плану науково - дослідної роботи за розділом теми "Теоретично обґрунтувати застосування антидотів, методів прискореної діагностики та надійної профілактики мікотоксикозів тварин", № дежреєстрації 0198U004091.
Експериментальну частину роботи виконували протягом 1999-2002 рр. на базі клініки факультету ветеринарної медицини і проблемної лабораторії кафедри фармакології та токсикології Національного аграрного університету.
2.1. Схема дослідів і характеристика дослідних тварин
Експериментальні дослідження по вивченню гострого токсикозу проводили на 20 поросятах великої білої породи масою тіла 25-30 кг. Групи тварин підбирали за принципом аналогів.
Для виконання поставлених завдань було проведено такі дослідження:
Порівняння сорбційної ефективності гемосорбентів СКН-1К та ГСГД-4 на моделях in vitro та in vivo.
Для проведення цих дослідів використовували гемосорбенти: СКН-1К - сферичний карбоніт з розміром гранул 0,5-1 мм (ТУ 88 України 258.019-98) та ГСГД-4 - гемосорбент гранульований делігандизуючий - розмір гранул 0,4-0,59 мм (ТУ 88 України 258.009-94) у стерильній та апірогенній формах, в колонках по 100 мл. Об'єм сорбенту складав половину загального об'єму колонки. Кристалічний Т-2 токсин, виготовлений в Інституті птахівництва УААН проф. Котиком А. М., з якого готували 5%-ий водно-етанольний розчин з концентрацією Т-2 токсину 0,3 мг/мл.
В роботі використали 15 б(лих мишей масою 18-19 г, з яких за принципом аналогів сформували 3 групи. Тваринам першої групи вводили в шлунок 5%-ий водно-етанольний розчин Т-2 токсину з концентрацією 0,3 мг/мл 5 діб підряд з інтервалом 24 години у доз( 5 мг/кг маси тіла; другої - Т-2 токсин після інкубації з 50 мг сорбенту ГСГД-4 при експозиції 1 год. при 370С; третьої - Т-2 токсин після інкубації з 50 мг сорбенту ГСГД-4 при експозиції 3 год. при 370С. Клінічне спостереження здійснювалось протягом 6 діб.
Дослідження впливу гемосорбції на клінічно здорових поросят. Ефективність проведення гемосорбції залежить від адекватного судинного доступу, що дає можливість проводити перфузію із швидкістю не менше 50 мл/хв та створення керованої гемофілії шляхом введення гепарину для попередження тромбування колонки з сорбентом. Ми використовували маятникову (реверсивну) схему, яка складається з пластикового шприца (100 мл), з'єднаного з колонкою із сорбентом ГСГД-4 через комунікаційні системи (рис. 2.1). Зазначена схема забезпечувала контакт крові з сорбентом при заборі і поверненні у вену.
Рис. 2.1 Маятникова (реверсивна) схема проведення гемосорбції
Для з'єднання даної схеми використовували одноразові системи для переливання крові. Перед проведенням гемосорбції колонки промивали фізіологічним розчином в об'ємі 2000 мл з метою очищення сорбенту від дрібних часток.
Наступним етапом є насичення системи гепарином шляхом рециркуляції гепаринізованого фізіологічного розчину (з розрахунку 15000 ОД гепарину на 100 мл фізіологічного розчину) з подальшим залишенням його в системі до проведення операції.
Перед проведенням гемосорбції тваринам імплантували внутрішньовенні катетери діаметром 2-3 мм із заглушками на кінці (рис. 2.2). Підготовку тварин і операційного поля проводили загальноприйнятими методами. Катетери занурювали в 6%-й розчин пероксиду водню на 12 годин, потім в 70%-й етиловий спирт. Перед імплантацією катетери промивали стерильним ізотонічним розчином натрію хлориду.
Рис 2.2 Катетер у яремній вені
Анестезію здійснювали внутрішньовенним введенням (в очний венозний синус) суміші 5%-ого розчину кетаміну і 2%-ого розчину ксилазину у співвідношенні 1:1 в дозі 1,5 мл на 10 кг маси тіла. В середній третині вентральної ділянки шиї робили поздовжній розріз шкіри довжиною 7-10 см на 3-4 см вентральніше трахеї. Імплантацію катетера робили з правого боку, оскільки ліва яремна вена має виражений згин в ділянці рукоятки грудної кістки. Тупим способом відділяли яремну вену, під яку підводили дві лігатури. Після цього зав'язували краніальну лігатуру. Після перев'язування яремної вени у тварин не відмічалось помітних гемодинамічних розладів. Каудальну лігатуру піднімали так, щоб перетиснути судину. Між лігатурами робили розріз судини, в який вводили катетер. Після цього лігатуру зав'язували, фіксуючи нею катетер. По закінченні операції перевіряли прохідність катетеру. Рану шкіри зашивали вузлуватими швами. Для запобігання тромбоутворення катетер заповнювали фізіологічним розчином з гепарином до початку гемосорбції та після її проведення. Обробку рани здійснювали щоденно 5%-ним спиртовим розчином йоду.
Гемосорбцію проводили на трьох клінічно здорових поросятах 6-ти місячного віку великої білої породи масою тіла 30-40 кг. Тварин годували комбікормом К55-10/44УКР-501.78К; вода - без обмежень. Для створення керованої гемофілії за 10 хвилин до сеансу вводили гепарин у дозі 500 ОД/кг. Об'єм перфузії дорівнював двом об'ємам циркулюючої крові. Для цього необхідно було провести 20 циклів забору і повернення крові через гемосорбційну систему. Для розрідження крові через кожний п'ятий цикл у систему додавали 100 мл фізіологічного розчину. Для підтримки температурного режиму крові в системі на шприц надівали спеціальний повстяно-поролоновий чохол. Важливим елементом є те, що під час проведення гемосорбції тварин не фіксували. Вони вільно переміщалися по станку (рис. 2.3). Для визначення кількості еритроцитів, лейкоцитів, тромбоцитів, рівня гемоглобіну та величини гематокриту у тварин відбирали кров до початку гемосорбції, після її проведення, а також через 12, 24, 48 годин.
Мал. 2.3 Проведення гемосорбції у поросят.
Вивчення експериментального гострого отруєння поросят Т-2 токсином (4 та 6 мг/кг маси тіла*) та ефекти