РАЗДЕЛ 2
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
Исследования проводили на 628 мышах, 384 крысах, 75 кроликах и у 59 человек.
Материалом исследований служили: у людей – мазки крови и спермы, у мышей, крыс
и кроликов – мазки крови и кусочки внутренних органов (поджелудочной железы,
головного мозга, тонкой кишки, предстательной железы).
2.1. Методика постановки опытов
У лиц, подвергшихся однократной физической нагрузке средней мощности,
исследовали содержание сахара в крови, цинка и секреторного материала в
гранулоцитах крови. Влияние острой алкоголизации проверялось у людей,
получивших однократно перорально по 2 мл/кг этанола в виде 20%-ного его
раствора. Лица, потребляющие регулярно и в значительном количестве алкоголь,
служили объектами исследований влияния на клетки крови и сперматозоиды
хронической алкоголизации. Кроме того обследовались лица, подвергавшиеся
однократному и многократному воздействию температуры, а также больные сахарным
диабетом, гепатитом, энтеритом, нефритом.
Влияние физической нагрузки на клетки мышей изучали после одночасового плавания
в аквариуме с температурой воды 32°С. В опытах с иммобилизацией животных
привязывали мягкими повязками к станку в положении на спине. Продолжительность
иммобилизации – 6 часов.
В опытах с голоданием мышей на 12 часов лишали пищи. Алкоголизировали животных
введением через зонд в желудок этанола в виде 20%-ного раствора в дозе 2 мл/кг.
Для изучения действия низкой температуры мышей помещали в холодную ванну (21°С)
на 0,5 часа.
Аллоксан вводили подкожно в дозе 200 – 400 мг/кг в виде 2 – 5%-ных растворов.
Инъекции дитизона производили в виде 1%-ного водно-аммиачного раствора, а 8-ТСХ
– в виде 0,5%-ного раствора на 0,1 н. растворе едкого натра в дозах 50 – 100
мг/кг, мышам и крысам – внутрибрюшинно, кроликам – внутривенно.
Раствор дитизона для инъекции готовили следующим образом. В колбочку с
притертой пробкой наливали 30 мл дистиллированной воды, добавляли в нее 0,6 мл
25%-ного раствора гидроокиси аммония, 400 мг дитизона. Смесь перемешивали на
водяной бане при 70°C, затем фильтровали через беззольный фильтр. Полученный
фильтрат и служил 1%-ным водно-аммиачным раствором дитизона, так как четверть
навески реагента оставалась в виде осадка на фильтре.
Раствор 8-ТСХ также готовился перемешиванием на водяной бане в течение 10 мин
при температуре 70°С. В отличие от дитизона, 8-ТСХ в растворе полностью
растворялся, поэтому на фильтре практически не оставалось осадка. Для получения
0,5%-ного раствора в 10 мл 0,1 н. раствора едкого натра растворяли 50 мг
8-ТСХ.
Диэтилдитиокарбамат натрия (ДЭДТКН) вводили в дозе 500 мг/кг в виде 10%-ного
раствора, а цистеин и глутатион – в количестве 1000 мг/кг в виде 20%-ного
раствора. Инъекции инсулина производили подкожно в количестве 0,2 мл (20
ЕД/кг). Для этого мышам вводили гормон, разбавленный в 20 раз, крысам – в 2
раза. Первую инъекцию производили через 1 сут после введения диабетогенного
агента, остальные инъекции – ежедневно в течение четырех дней. Ацетат цинка в
сроки, указанные для инсулина, вводили в желудок через зонд в количестве 0,4
мг/кг. Мышам назначали 0,05%-ный, а крысам – 0,5%-ный раствор.
Адреналин вводили мышам подкожно в дозе 0,05 мг/кг, преднизолон – внутримышечно
в дозе 5 – 10 мг/кг, а пилокарпин – подкожно в количестве 1 мг/кг. При жизни
животных и после их забоя бралась кровь на исследование.
Забивали животных декапитацией через 2 часа с начала физической нагрузки и
после введения этанола, по окончании иммобилизации, через 12 часов – 1 суток с
начала голодания, после окончания срока охлаждения, через 2 часа после введения
адреналина и преднизолона, 0,5 – 1 час после инъекции пилокарпина, 30 минут – 5
суток после инъекции аллоксана, дитизона, 8-ТСХ, ДЭДТКН, 5 суток после введения
цистеина, глутатиона. Предварительные инъекции цистеина, глутатиона, ДЭДТКН
производили за 10 – 30 минут до введения аллоксана, дитизона, 8-ТСХ (животных
забивали через 5 суток после введения веществ). У забитых животных брали
кусочки поджелудочной железы, тонкой кишки, предстательной железы, головного
мозга.
2.2. Способы оценки функционального состояния инсулярного аппарата
поджелудочной железы
Для оценки функционального состояния инсулярного аппарата поджелудочной железы
применяли определение гликемии и исследование панкреатических клеток В. Для
определения гликемии у людей брали кровь из пальца, у кроликов – из уха, а у
мышей и крыс – из хвоста. Содержание сахара в крови определяли модифицированным
методом Хаггедорна-Йенсена [28].
Для оценки состояния клеток панкреатических островков применялась окраска
срезов поджелудочной железы, фиксированной в жидкости Буэна, модифицированными
гематоксилин-флоксиновым и альдегидфуксиновым методами. Жидкость Буэна готовили
смешиванием 15 мл насыщенного раствора пикриновой кислоты, 5 мл нейтрального
формалина, 1 мл ледяной уксусной кислоты. Нейтральный формалин получали при
смешивании 40%-ного раствора формальдегида с измельченным мелом.
Продолжительность фиксации в жидкости Буэна – 24 часа. Затем следовало
обезвоживание кусочков поджелудочной железы проведением их через серию спиртов
возрастающей крепости (70°-ный, 80°-ный, 90°-ный, 96°-ный, абсолютный спирты –
по 4 часа в каждом). Для приготовления абсолютного спирта 96°-ный спирт
перемешивали с прокаленным медным купоросом.
Обезвоженные кусочки хорошо пропитываются жидким парафином после их
выдерживания в двух ксилолах (по 15 мин в каждом) и каше (в течение 30 мин при
37°С). Последняя представляет собой смесь 50% ксилола и 50% парафина.
Инфильтрацию кусочков проводили проведением их через два жидких парафина (по
- Київ+380960830922