Попередження ранніх післяопераційних ускладнень гнійно-запального характеру при травматичних пошкодженнях печінки (експериментально-клінічне дослідження).

РОЗДІЛ 2
МАТЕРІАЛ ТА МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ
2.1. Експериментальні дослідження
З метою вивчення репаративних властивостей печінки при травматичному її
пошкодженні залежно від шовного матеріалу, а також від методик тампонування
глибоких, а особливо – глибоко-вузьких ран печінки пасмом сальника з
використанням 0,5 мл 1% розчину діоксидину та застосуванням ЕППС, користуючись
“Положения по вопросам етики” МОЗ України № 281 від 1.11.2000 р., нами
проведені ряд дослідів на 140 безпородних собаках масою 12-25 кг [47, 77].
Перших чотири серії дослідів проводились для вивчення репаративних властивостей
печінки при зашиванні травматичної її рани нитками, що розсмоктуються за
наступною методикою. Під тіопенталовим наркозом (10-12 мг/кг маси), враховуючи
правила проведення експериментальних робіт на тваринах, проводилась
верхньо-серединна лапаротомія. Після проведення верхньо-серединної лапаротомії
на долю печінки наносилась гострим шляхом рана довжиною до 7 см і глибиною 3 см
з подальшим накладанням в першій серії дослідів вікрилових швів, в другій –
дексонових в третій – кетгутових, в четвертій – капромедових швів. Забір
матеріалу проводився на 2, 4, 6, 8, 10 добу за наступною методикою: Шляхом
пункції порожнини серця набирали 10 мл крові, до якої додавали 500 Од.
гепарину. Забір тканини печінки проводився по лінії попередньо накладених швів
двома огинаючими розрізами. Тканину печінки та пробірку з кров’ю поміщали в
контейнер з льодом та відправляли на біохімічне дослідження. П’ята серія
дослідів проводилась з метою вивчення особливостей заживлення глибоких,
особливо глибоко-вузьких ран печінки та властивостей сальника. Методика
полягала в наступному: На праву долю печінки зворотнім боком скальпеля
наносилась рана довжиною до 7 см і глибиною 3 см. Правий край рани прошивався
(максимально до дна) вікриловою ниткою, відступаючи на 1,5 см від края рани.
Рана тампонувалась та утримувалась асистентом в рані, а хірургом, проходячи
через верхню третину чепця з рани на поверхню печінки прошивався лівий її край.
Таких швів накладалось 5-6. При зав’язуванні ниток спостерігалась повна
тампонада рани. Забір матеріалу проводився за аналогічною методикою.
З метою вивчення особливостей заживлення глибоких, а особливо глибоко-вузьких,
ран печінки, властивостей сальника нами проведена шоста серія дослідів, яка
базувалась на тампонуванні рани печінки пасмом сальника на живлячій ніжці з
використанням мікроіригатора (через який вводився антисептик – діоксидин 0,5 мл
1%, через 24 год. після операції), з подальшим накладанням гемостатичних
вікрилових швів та вивчення біохімічних, мікробіологічних та патогістологічних
показників в динаміці на 2, 4, 6, 8, 10 добу. Методика досліду наступна. На
праву долю печінки наносилась рана довжиною до 7см, глибиною до 3 см. На дно
рани заводився мікроіригатор з заглушкою на дистальному кінці. Мікроіригатор
фіксувався в рані нижньою лігатурою з подальшим тампонуванням рани печінки
пасмом сальника на живлячій ніжці та накладанням гемостатичних вікрилових швів.
Дистальний кінець мікроіригатора через окрему контрапертуру виводився в правому
підребер’ї. Заглушений кінець занурювався під шкіру. Рана шкіри контрапертури
над заглушкою прошивалась капроновою лігатурою на бантик. На 2,3,4,5 доби
лігатура, що була зав’язана на бантик, розв’язувалась, краї рани розводились. З
дистального кінця знімалась заглушка і на дно рани печінки через мікроіригатор
вводилось 0,5 мл 1% діоксидину. Заглушка закривалась на 60 хв. з подальшим
переведенням в дренаж на 1 год. Після цього мікроіригатор занурювався під шкіру
з накладанням на останню капронових лігатур. Забір матеріалу проводився за
аналогічною методикою.
Сьома серія досліду базувалась на тампонуванні рани печінки пасмом сальника на
живлячій ніжці з використанням мікроіригатора (через який вводився антисептик –
діоксидин 0,5 мл 1%, через 24 год. після операції) в поєднанні з ЕППС з
густиною струму 0,025 мА/см2. Методика полягає в наступному. На праву долю
печінки наносилась рана довжиною до 7 см, глибиною до 3 см. На дно рани
заводився мікроіригатор з заглушкою на дистальному кінці. Мікроіригатор
фіксувався в рані нижньою лігатурою з подальшим тампонуванням рани печінки
пасмом сальника та накладанням гемостатичних вікрилових швів. Дистальний кінець
мікроіригатора через окрему контрапертуру виводився в правому підребер’ї.
Заглушений кінець занурювався під шкіру. Рана шкіри контрапертури над заглушкою
прошивалась капроновою лігатурою на бантик. На 2,3,4,5 доби лігатура, що була
зав’язана на бантик, розв’язувалась, краї рани розводилась. З дистального кінця
знімалась заглушка і на дно рани печінки через мікроіригатор вводилось 0,5 мл
1% розчину діоксидину з подальшим накладанням на щойно виголену шкіру спини та
живота (зону печінки) фланелевих прокладок (10 х 15 см), які під’єднувались до
гальванічного апарата “Поток-1”. Позитивний електрод знаходився на спині,
негативний – на передній черевній стінці (проекція печінки). Проводилась
гальванізація зони печінки густиною струму 0,025 мА/см2 протягом 60 хв.
щоденно. Після виключення апарату заглушка знімалась, мікроіригатор переводився
в дре­наж на 1 год. Після цього мікроіригатор занурювався під шкіру,
контрапертура на рані шкіри зав’язувались на бантик. Забір матеріалу проводився
за аналогічною методикою.
2.1.1. Мікробіологічні дослідження.
Вивчення змін видового складу та популяційного рівня мікрофлори тканини печінки
при її травматичному пошкодженні проводилось в ла­бораторії кафедри клінічної
імунології та алерго­логії з курсом ендокринології (зав.кафедрою – проф. І.Й.
Сидорчук) Буковинського державн