РОЗДІЛ 2
ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНІ ДОСЛІДЖЕННЯ
2.1. МАТЕРІАЛИ, ОБ’ЄКТИ ТА МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕНЬ
2.1.1. Матеріали та об’єкти досліджень
Об’єктом досліджень були зразки цільної крові, плазми крові, тканини печінки,
нирок, серця та легень, тимоцити та макрофаги отримані від щурів.
У роботі були використані такі реактиви та матеріали:
Нітрит натрію, нітропрусид натрію, вакцина БЦЖ, азбестове волокно марки А6-46,
унітіол, залізо-аскорбат, діетилдитіокарбомат натрію, залізо сірчанокисле.
Дослідження проводили на статевозрілих щурах лінії Wistar. Перевага самкам
щурів, в данній роботі, віддана в зв’язку з фізіологічними особливостями їх
організму (наявність циклічних периодів – еструсу), що дасть більшу імовірність
виявити біологічні ефекти в умовах гіперпродукції оксиду азоту.
Статевозрілі щури лінії Wistar отримували з розплідника віварію Інституту
екогігієни та токсикології ім.Л.І.Медведя МОЗ України та до початку
експериментів утримували в карантині віварію 14 діб. Піддослідні і контрольні
тварини утримувалися в приміщенні при температурі (20-22)єС, відносній
вологості повітря (40-60)%. Раціон складався з концентрованого гранульованого
комбікорму відповідно нормам, встановленим Наказом МОЗ СРСР № 1179 від
10.10.1988 р. З раціону були виключені овочі для зменшення надходження в
організм щурів нітриту та нітрату. Питна вода відповідала ГОСТ 2874-82.
2.1.2. Методи досліджень
Дослідження змін обміну NO при введенні щурам нітрату натрію.
Тварини були розділені на 6 груп по 6 в кожній: контрольні (1,2); щури, що
отримували щодня перорально нітрит натрію в дозі 0,1 ЛД50 (12мг/кг маси тіла)
на протязі пів місяця (3) та двох місяців (4); крім нітриту натрію тварини
отримували комплекс унітіолу з залізо-аскорбатом підшкірно у дозі 0,01 ЛД50
(8мг/кг) щодня на протязі пів місяця (5) та двох місяців (6).
Розчин комплексу унітіолу з залізо-аскорбатом готували наступним чином. В
скляний стакан вносили сухі навіски по 0,1 моля унітіолу та залізо-аскорбінової
кислоти, розчиняли їх у воді та доводили рН до 7,3 розчином бікарбонату
натрію.
Тварин декапітували через 2 години після останнього введення дослідних речовин.
Після декапітації щурів відбирали зразки крові з додаванням цитрату натрію та
тканини печінки. Цільну кров, плазму крові та тканини печінки заморожували у
тефлоновій прес-формі при температурі рідкого азоту. Зразки зберігали до
проведення ЕПР-спектроскопічного аналізу при температурі рідкого азоту.
Дослідження змін обміну NO при гострій інтоксикації нітропрусидом натрію.
Тварини були розділені на 9 груп по 6 в кожній: контрольна (1); щури, що
отримали перорально розчин нітропрусиду натрію в дозі 30 мг/кг маси тіла
(2,3,4,5); за 15 хвилин до введення нітропрусиду натрію тварини отримали разово
комплекс унітіолу з залізо-аскорбатом підшкірно у дозі 50мг/кг (6,7,8,9).
Розчин комплексу унітіолу з залізо-аскорбатом готували вищенаведеним чином.
Дослідних тварин декапітували через 30 хвилин після введення розчину
нітропрусиду натрію (2,6), через 1 годину (3,7), через 2 години (4,8), через 3
години (5,9).
Після декапітації щурів відбирали зразки крові з додаванням цитрату натрію та
тканини печінки. Цільну кров, плазму крові та тканини печінки заморожували у
прес-формі при температурі рідкого азоту. Зразки зберігали до проведення
ЕПР-спектроскопічного аналізу при температурі рідкого азоту.
Дослідження змін обміну NO при введенні щурам вакцини БЦЖ.
Тварини були розділені на 14 груп по 6 в кожній: контрольна (1); щури, що
отримали інтраперитоніально вакцину БЦЖ в дозі 10 мг/кг маси тіла
(2,3,4,5,6,7); щури, що крім разової ін’єкції вакцини БЦЖ отримували щодня
комплекс унітіолу з залізо-аскорбатом перорально у дозі 30мг/кг
(8,9,10,11,12,13).
Дослідних тварин декапітували під ефірним наркозом через 6 годин після
вакцинації (2,8), 4 доби (3,9), 10 діб (4,10), 13 діб (5,11), 20 діб (6,12), 25
діб (7,13). Після декапітації щурів відбирали зразки крові з додаванням цитрату
натрію та тканини печінки. Цільну кров, плазму крові та тканини печінки
заморожували у прес-формі при температурі рідкого азоту. Зразки зберігали до
проведення ЕПР-спектроскопічного аналізу при температурі рідкого азоту.
Отримання перитоніальних клітин та виділення макрофагів здійснювали з
використанням середовища RPMI 1640, забуференого NaHCO3 до рН 7,3 [179]
Виділену суспензію макрофагів заморожували у прес-формі при температурі рідкого
азоту. Зразки зберігали до проведення ЕПР-спектроскопічного аналізу при
температурі рідкого азоту.
Для прямого кількісного визначення інтенсивності утворення оксиду азоту у щурів
на 10 добу після вакцинації в тканинах печінки, нирки, серця за 30 хвилин до
декапітації щурам вводили розчин діетилдитіокарбомату натрію ДТК в дозі 500
мг/кг в 2,5 мл води інтраперитоніально та розчин цитрату двовалентного заліза
(сульфат заліза 37,5 мг/кг + цитрат натрію 187,5 мг/кг) підшкірно (14-та
група). Після декапітації щурів відбирали зразки тканин печінки, нирок та серця
заморожували в прес-формі при температурі рідкого азоту. Зразки зберігали до
проведення ЕПР-спектроскопічного аналізу при температурі рідкого азоту.
Дослідження змін обміну NO при введенні щурам азбестового волокна.
Тварини були розділені на 8 груп по 6 в кожній: контрольні тварини отримали
разово інтратрахеально 0,2 мл фізіологічного розчину (1); щури, яким крім
інтратрахеального введення фізіологічного розчину було введено розчин
діетилдитіокарбомату натрію ДТК в дозі 500 мг/кг в 2,5 мл води
інтраперитоніально та розчин цитрату двовалентного заліза (сульфат заліза 37,5
мг/кг + цитрат натрію 187,5 мг/кг) підшкірно за 30 хвилин до декапі
- Київ+380960830922