раздел 2.2.4). Выживших животных выводили из эксперимента через 6 часов после моделирования НМ.
Рис. 2.1. А. Общий вид устройства для проведения гипоксической тренировки. Б. Схема строения устройства для проведения гипоксической тренировки. Герметическая камера 1 снабжена двумя трубопроводами - входным 2 и выходным 3, которые имеют обратные клапаны 4 и 5. Вход трубопровода 6 соединен с ротаметрической системой 7 наркозного аппарата 8, в которую из баллона 9 через трубопровод 10 поступает газообразный азот, смешиваемый через инжектор 11 с атмосферным воздухом. Для контроля давления в герметической камере 1 установлен водяной манометр 12 (схема).
2.2.3. Дозировка и методика введения алкилселенонафтиридина. Алкилселенонафтиридин (№ 7498352, "Справочник Бейльштейна"), смешанный со шпротным паштетом, ежедневно в течение 7 дней добавляли животным в пищу и строго следили за полным ее приемом. Суточная доза АСНР в перерасчете на селен проводилась по Ansari M.A. et al. (2004) [105] и составляла 180 мкг/100 г массы животного.
2.2.4. Запись и анализ ЭКГ. Запись ЭКГ выполняли у всех животных контрольной и опытных групп портативным электрокардиографом УКОМ-1 в 3-х стандартных отведениях. Для этого были изготовлены специальные контакты (рис. 2.2), которые закрепляли на лапках животного (рационализаторское предложение №151203/05). Для исключения погрешностей в записи ЭКГ ее проводили у животного в естественной позиции, лежа на животе.
При расчете ЭКГ принимали во внимание следующие показатели: длина отрезка R-R на протяжении всей записанной ЭКГ; высота (относительно стандартного милливольта) и конфигурация зубца R; позиция сегмента SТ относительно изолинии; конфигурация зубца Т.
Изменения конфигурации зубцов ЭКГ и расположения отрезков относительно изолинии трактовали в зависимости от общих изменений ЭКГ, как ишемию миокарда или развития некротических очагов. Грудные и усиленные отведения ЭКГ не были использованы.
2.2.5. Измерение внутрикожного напряжения кислорода (РО2). У всех животных контрольной и опытных групп для определения уровня оксигенации тканей измеряли внутрикожное РО2 [29]. Измерение внутрикожного РО2 осуществляли транскутанным оксигемометром Radiometer TCM-2 (Дания) (рис. 2.3, А).
После общего обезболивания (калипсол 0,3 мл в хвостовую зону подкожно) животное фиксировали в положении на спине. В области живота выбривали шерсть, кожу обрабатывали водой с мылом, сушили и обезжиривали эфиром. На кожу приклеивали фиксатор датчика.
Проводили калибровку датчика прибора, полость которого предварительно заполняли контактным гелем и герметизировали мембраной. Калибровку прекращали после появления стабильного показателя на дисплее прибора. После калибровки датчик закреплялся в фиксаторе (рис. 2.3, Б). Полученные данные вводили в таблицы и обрабатывали методами вариационной статистики.
2.2.6. Определение активности каталазы в миокарде желудочков сердца. О состоянии антиоксидантной системы судили по активности каталазы, которую определяли у трех животных из каждой исследуемой группы по методике М.А. Королюк и соавт. (1988) [27]. Эта методика основана на способности перекиси водорода образовывать с солями молибдена стойкий комплекс, окрашенный в розовый цвет. Применяли следующие реактивы: трис HCl буфер 0,05 М с рН 7,8; 4 % раствор молибдата аммония и 0,03 % раствор перекиси водорода.
Активность каталазы определяли в гомогенате, который приготавливали из ткани правого и левого желудочков сердца. Для этого кусочки помещали в микроизмельчитель тканей РТ-2 (рис. 2.4). Полученный гомогенат заливали трис HCl буфером из расчета 1,0 мл на 100 мг гомогената.
Для определения активности каталазы подготавливали три пробирки - контрольную (№1), холостую (№2) и опытную (№3). В пробирку №1 вводили 2,0 мл дистиллированной воды. В пробирку №2 и №3 - 2,0 мл 0,03% раствора перекиси водорода. В пробирку №2 добавляли 0,1 мл дистиллированной воды, а в пробирку №3 - 0,1 мл надосадочной жидкости, которую брали в пробирке с гомогенатом после заливки его трис HCl буфером и центрифугирования.
Рис. 2.2. Внешний вид контактов для записи ЭКГ у крыс и других мелких лабораторных животных.
АБ
Рис. 2.3. Измерение РО2 транскутанным способом. А - внешний вид транскутанного оксигемометра Radiometer TCM-2 в процессе калибровки датчика; Б - измерение внутрикожного РО2.
Рис. 2.4. Микроизмельчитель тканей РТ-2.
Реакцию останавливали через 10 мин добавлением в пробирки №2 и №3 1,0 мл 4% раствора молибдата аммония. В пробирку №1 добавляли 0,1 мл дистиллированной воды и 1,0 мл 4% раствора молибдата аммония. Все пробирки центрифугировали в течение 10 мин со скоростью вращения центрифуги 3000 об/мин.
Далее мы модифицировали способ определения активности каталазы, предложенный М.А. Королюк с соавт. (1988) [27]. Интенсивность окраски холостой и контрольной пробы против контроля мы измеряли на концентрационном фотокалориметре КФК-2МП при длине волны 340 нм (рационализаторское предложение № 151204/05 от 16.12.2004 г).
Предложенная методика, по сравнению с существующей , имеет ряд преимуществ. Во-первых, упрощен процесс снятия и расчета показателей. Во-вторых, получены более стабильные показатели по сравнению со спектрофотометрическим методом. В-третьих, большая доступность применения метода в связи с большей оснащенностью лабораторий фотокалориметрами, чем спектрофотометрами. Активность каталазы рассчитывали по формуле:
Е = ( Ахол. - Аконтр. ) · V · t · K
где: Е - активность каталазы (в мМ/мин на 100 мг гомогената печени крысы); Ахол. - экстинкция холостой пробы; Аконтр. - экстинкция опытной пробы; V - объем вносимой пробы (0,1 мл); t - время инкубации (600 сек); K - коэффициент миллимолярной экстинкции перекиси водорода ( 22,2 · 103 мМ-1 · см -1).
Полученные данные вводили в таблицы и обрабатывали методами вариационной статистики.
2.2.7. Определение экспозиционной динамики сорбции (ЭДС) нейтр